АкушерствоАнатомияАнестезиологияВакцинопрофилактикаВалеологияВетеринарияГигиенаЗаболеванияИммунологияКардиологияНеврологияНефрологияОнкологияОториноларингологияОфтальмологияПаразитологияПедиатрияПервая помощьПсихиатрияПульмонологияРеанимацияРевматологияСтоматологияТерапияТоксикологияТравматологияУрологияФармакологияФармацевтикаФизиотерапияФтизиатрияХирургияЭндокринологияЭпидемиология

Фармакологические средства, применяемые для общей анестезий у экспериментальных животных

Для проведения анестезиологического пособия экспериментальным животным в настоящее время используют широкий набор лекарственных средств, традиционных для клинической анестезиологии. С практической точки зрения наиболее важны сведения об оптимальных дозах препаратов для премедикации, вводной и основной анестезии у определенного вида животных.

Атропин широко используют для премедикации. В целом действие атропина на животных аналогично его эффекту у человека. Он угнетает саливацию и секрецию носоглоточной слизи, расширяет бронхиолы, дает положительный хронотропный эффект, быстро всасывается при подкожном введении, оказывает достаточно широкое терапевтическое действие. Мелкие млекопитающие менее чувствительны к атропину, чем крупные животные и человек

Морфин в экспериментальной анестезиологии используют для премедикации. У большинства животных он вызывает эйфорию, дает седативный эффект. Анальгетические свойства морфина различны у животных разных видов [Мозгов И.Е., 1979]. Препарат легко всасывается из подкожной жировой клетчатки. Возможно внутримышечное введение его. У некоторых животных действие морфина имеет специфические особенности. Так, у кошек легко возникает передозировка, сопровождающаяся картиной «маниакального возбуждения»: обостряются зрение, слух, осязание, затем возникает беспокойство, возрастают подвижность и агрессивность. Вслед за этим чувствительность снижается, развиваются судороги, которые являются предвестниками гибели животного.

У собак морфин наряду со снижением болевой чувствительности вызывает усиление саливации, рвоту и дефекацию, что обусловливает целесообразность его введения за 30--40 мин до предстоящей анестезии. Таким образом, с одной стороны, морфин обеспечивает быстрое и хорошо контролируемое опорожнение желудка и кишечника, что страхует от рвоты и регургитации при вводной анестезии. С другой стороны, препарат может вызвать быстрое обезвоживание, метаболический ацидоз и депрессию дыхания. Отрицательные свойства морфина можно несколько ослабить сочетанным применением атропина. Тем не менее использование морфина в экспериментальной анестезиологии, особенно в качестве компонента для поддержания общей анестезии, следует ограничивать [Гиммельфарб Г.Н., 1984]. В качестве антагониста при передозировке морфина используют налорфин или аналогичные препараты.

Промедол можно включать в схему премедикации кошек и собак вместо морфина. Препарат менее токсичен, в меньшей степени угнетает дыхание, однако обладает более слабыми анальгетическими свойствами. Может вводиться подкожно, внутримышечно и внутривенно.

Достаточно широкое распространение в современной экспериментальной анестезиологии получил метод нейролептаналгезии, препараты для которой могут использоваться как в качестве премедикации, так и для поддержания общей анестезии у различных животных. Как правило, фентанил и дропе-ридол вводят одновременно. У крупных животных, если планируется ИВЛ, осуществляют внутривенное введение. У мелких животных препараты для нейролептаналгезии можно применять внутриперитонеально с сохранением спонтанного дыхания. Показано, что использование для премедикации у собак с массой тела от 18 до 25 кг фентанила в количестве 6--8 мл 0,05% раствора и дроперидола в количестве 8--10 мл 0,25% раствора обеспечивает выраженный седативный эффект без существенных нарушений дыхания и кровообращения, но аналгезия при этом выражена умеренно [Гиммельфарб Г.Н., 1984]. Введение фентанила без дроперидола вызывает у собак нежелательные изменения гемодинамики малого круга.

Аминазин у животных дает нейролептический эффект (расслабление скелетной мускулатуры, снижение реакций на внешние раздражения, болевой и тактильной чувствительности, сон). Однако, как и у человека, у большинства экспериментальных животных после введения аминазина развиваются тахикардия и артериальная гипотония. Препарат используют для премедикации у различных животных -- кошек, собак, свиней, травоядных, причем последние наиболее чувствительны к нему. Седативный эффект аминазина усиливается при комбинировании с антигистаминными препаратами. Однако отрицательное влияние на гемодинамику ограничивает использование аминазина, особенно у ослабленных, истощенных и старых животных.

Диазепам в последние годы нашел применение как для премедикации, так и для вводной анестезии у собак. Внутривенное введение 5--10 мг препарата сопровождается снижением артериального давления (не более 15% от исходного) при практически неизмененных частоте сердечных сокращений, минутном и ударном объемах сердца [Бунятян А.А. и др., 1983]. В ряде случаев после внутривенного введения диазепама можно произвести интубацию трахеи без дополнительного введения барбитуратов и миорелаксантов [Гиммельфарб Г Н 1984].

В экспериментальной анестезиологии для индукции в анестезию различных животных широко используют производные барбитуровой кислоты. Достоинства и недостатки этих препаратов, выявленные при клинических исследованиях, характерны и при использовании в эксперименте.

Этаминал-натрий (пентобарбитал) используют как у мелких животных (внутримышечно, интраперитонеально, внутрибрюшинно), так и у крупных (как правило, внутривенно). У собак обычно используют 6,5--7% раствор пен-тобарбитала. В качестве растворителя применяют смесь изотонического раствора натрия хлорида (стабилизатор) и пропиленгликоля в количестве '/ю объема изотонического раствора натрия хлорида. Такая методика дает возможность приготовить заранее большое количество раствора и хранить его в холодильнике. Внутривенно раствор вводят медленно. Животное засыпает через 1--2 мин. Анестезия продолжается длительное время. В редких случаях требуется повторное введение препарата (5--10 мг/кг). Полное пробуждение наступает через 24--26 ч. При пробуждении бывает рвота.

Фенобарбитал используют в ряде случаев для обезболивания мелких животных. Препарат вводят в виде раствора интраперитонеально в дозе 45-- 50 мг/кг или внутривенно в дозе 30--35 мг/кг. Длительность анестезии может достигать 8 ч.

Тиопентал-натрий и гексенал используют для премедикации, вводной анестезии, а также в ряде случаев для поддержания анестезии. Мелким млекопитающим их можно вводить интраперитонеально и внутривенно, крупным, как правило, внутривенно. У собак возможны премедикация и индукция в анестезию путем внутримышечного введения 400--1000 мг тиопентал-натрия. Чаще препараты используют в виде 1--2,5% раствора, вводимого внутривенно. Животное засыпает через 1--2 мин. Продолжительность анестезии 20--45 мин. Описана индукция в анестезию путем введения 2,5% раствора гексенала внутри-плеврально или внутрилегочно [Гиммельфарб Г.Н., 1984]. Наркотический эффект при этом достигается почти мгновенно, однако резко выражена депрессия дыхания. Длительная внутривенная анестезия с помощью капельной инфу-зии 2,5% раствора одного из препаратов технически проста и эффективна. Однако стабильный уровень анестезии можно поддержать, только имея достаточный опыт работы с этими общими анестетиками. При повторных введениях препаратов период выхода животных из состояния анестезии удлиняется. Во всех случаях применения тиопентал-натрия или гексенала у крупных млекопитающих необходимо предусмотреть возможность интубации трахеи и ИВЛ.

Натрия оксибутират и пропанидид применяют для общей анестезии животных относительно редко. Возможна индукция в анестезию путем внутривенного введения их кошкам, собакам, свиньям. Наркотическое состояние развивается относительно медленно, поэтому целесообразно сочетание названных препаратов с анальгетиками или атарактиками (пропанидид и фентанил, натрия оксибутират и диазепам).

Кетамин в настоящее время нашел широкое распространение для обезболивания экспериментальных животных. Начало кетаминовой анестезии у мышей и крыс сопровождается кратковременным снижением артериального давления, которое затем сменяется подъемом. Частота сердечных сокращений увеличивается. Существенных изменений дыхания у этих видов животных не происходит [Severe Т., Bloggy С., 1973J. Депрессия дыхания и сердечной функции возможна у морских свинок [Chamberlain I. et al., 1981]. У собак кетамин является одним из лучших препаратов для премедикации. Внутримышечное введение 50--100 мг кетамина с 15--20 мг диазепама обеспечивает достаточно глубокий сон; при этом существенных сдвигов дыхания и кровообращения не происходит. Внутривенное введение при индукции в анестезию у собак сопровождается сохранением спонтанного дыхания, повышением частоты сердечных сокращений, умеренным увеличением сердечного выброса и артериального давления, некоторым подъемом давления в легочной артерии. Однако для интубации трахеи необходимо введение деполяризующих миорелаксантов, так как сохраняются рефлексы гортани и надгортанника [Гиммельфарб Г.Н., 1984]. Гемодинамический эффект кетамина снижается при сочетанием использовании его с диазепамом. После внутримышечного введения достаточно эффективная анестезия длится 25--30 мин. Поддержание общей анестезии возможно с помощью дробного внутривенного введения небольших доз (2--3 мг/кг). В последние годы кетамин находит все более широкое применение для анестезиологического обеспечения экспериментов на крупных животных (телята, свиньи, лошади и др.). Апробировано его эпидуральное введение у лабораторных животных [Сачков В.И. и др., 1986].

Этомидат апробирован для общей анестезии у мышей [Gomwolk N., Healing Т., 1981]. Его можно вводить внутривенно или внутрибрюшинно в растворе пропиленгликоля (2 мг на 1 мл раствора).

Альтезин успешно используют для общей анестезии у мелких и средних лабораторных животных [Davis В., 1976; Bailey С. et al., 1977]. Альтезин не оказывает существенного влияния на артериальное давление, но может уменьшать частоту пульса у крыс. В организме мышей и кроликов он подвергается быстрому метаболизму, при повторных введениях не вызывает кумуляции.

Рациональное использование миорелаксантов в экспериментальной анестезиологии представляет собой достаточно сложную задачу. По сравнению с человеком животные значительно более чувствительны к этим препаратам. При введении миорелаксантов животным более выражена ганглионарная блокада, происходит значительный выброс гистамина. Их использование целесообразно и оправдано при многокомпонентной общей анестезии, т.е. тогда, когда необходима релаксация поперечнополосатой мускулатуры при обязательной ИВЛ. Применяя миорелаксанты у экспериментальных животных, следует помнить, что они не подавляют функций ЦНС и не обладают анальгетическими свойствами. Например, интубация трахеи у собак после введения деполяризующего миоре-лаксанта без анестезии сопровождается выраженными гемодинамическими сдвигами [Гиммельфарб Г.Н., 1984].

Дитилин используют для интубации трахеи у разнообразных животных. При этом дозы, как правило, в 10 раз меньше, чем у человека. Необходимо учитывать, что введение дитилина или аналогичных препаратов (листенон, мио-релаксин, сукцинилхолин) даже в дозе 0,1 мг/кг может вызвать у собак пролонгированную релаксацию.

Тубокурарина хлорид применяют в ряде случаев для обездвижи-вания мелких (крысы) и крупных (свиньи) лабораторных животных. Вводится внутривенно, причем дозы у крыс соответствуют используемым в клинической практике, а у свиней значительно выше [Сондоре А.А., 1978].

У различных животных можно использовать недеполяризующий миорелаксант диплацин. Для собак, кошек и кроликов рекомендуемая доза составляет 0,25--0,3 мг/кг [Мозгов И. Е., 1979].

Известно, что по сравнению с другими миорелаксантами у животных менее выраженный ганглиоблокирующий и гистаминлибераторный эффект дает панкуроний. Тем не менее, особенно в хронических экспериментах, недеполяризующие миорелаксанты использовать не следует В частости, у собак они вызывают чрезвычайно длительное апноэ. Предполагают, что это явление связано с холинэстеразопенией [Гиммельфарб Г.Н., 1984].

В экспериментальной анестезиологии используют большой набор жидких (хлороформ, эфир, фторотан, метоксифлуран, энфлуран, изофлуран) и газообразных (закись азота, циклопропан) ингаляционных анестетиков. Вместе с тем значимость этих препаратов у лабораторных животных различных видов в настоящее время существенно пересмотрена. Все реже используют ингаляционную моноанестезию. Клиническая картина такой общей анестезии у различных животных сходна и, как правило, сопровождается тяжелыми нарушениями жизненно важных функций организма, особенно во время индукции [Мозгов И. Е., 1979]. В опытах на мелких и средних лабораторных животных использование ингаляционных анестетиков затруднено в связи с отсутствием специальных испарителей и дозиметров.

Хлороформ применяют для вводной и базисной анестезии у мышей, крыс, морских свинок, сурков, хомяков. Животных помещают под стеклянный колокол, где находится вата, смоченная анестетиком. Естественно, в таких условиях точное дозирование невозможно и летальность животных может быть высока. До недавнего времени хлороформ достаточно широко использовали в ветеринарной практике [Мозгов И. Е., 1979]. Установлено, что свиньи относительно хорошо переносят анестезию хлороформом в отличие от собак и лошадей. У собак в.1 стадии анестезии возможна смерть вследствие рефлекторной остановки сердца и дыхания. Описана методика поддержания общей анестезии у собак с помощью 1,2--1,5 об.% хлороформа при газовом потоке 6 л/мин (4 л закиси азота и 2 л кислорода), обеспечивающая адекватную защиту организма животных от значительной операционной травмы [Гиммельфарб Г.Н., 1984]. Тем не менее хлороформ чрезвычайно токсичен как для животных, так и для экспериментатора. Его использование должно быть строго ограниченным. Эфир для наркоза менее токсичен, чем хлороформ, оказывает более широкое терапевтическое действие. У мелких лабораторных животных используется аналогично другим ингаляционным анестетикам. У собак может быть применен для индукции в анестезию (5--6 об.% в потоке закиси азота с кислородом в соотношении 2:1). При этом остается достаточно выраженной стадия возбуждения, возможны гипертензия, тахикардия, различные аритмии. Для поддержания анестезии необходимо 2--4 об.% эфира в потоке закиси азота с кислородом. При использовании анальгетиков, гипнотиков, атарактиков можно снизить концентрацию эфира до 0,5--2 об.%. Тем не менее диэтиловый эфир все реже используют для анестезии из-за раздражения дыхательных путей, взрывоопасности, невозможности применять диатермокоагуляцию.

Циклопропан обладает только одним преимуществом -- быстрым введением в анестезию и выходом из нее. Препарат дорог, взрывоопасен, применение его требует специального оборудования. Как и у человека, он вызывает сенсибилизацию миокарда к катехоламинам. Эти качества резко ограничивают использование циклопропана в экспериментах на животных.

Метоксифлуран, применяемый в экспериментальной анестезиологии, обладает рядом недостатков, главный из которых -- медленное введение в анестезию и выход из нее. Методика применения аналогична таковой диэтилового эфира. Основные преимущества при использовании у лабораторных животных: взрывобезопасность, отсутствие раздражающего действия на дыхательные пути и гиперсаливации, возможность поддержания постоянного уровня анестезии без интубации и ИВЛ. Вместе с тем у кошек метоксифлуран (1 об.%) в газовой смеси существенно снижает влияние ауторегуляторных симпатических механизмов поддержания сосудистого тонуса, в связи с чем возможны нежелательные гемодинамические реакции [Jrestedt L., 1975].

Фторотан является распространенным препаратом для ингаляционной анестезии у лабораторных животных, однако при использовании его необходимо иметь хорошо откалиброванный и точный испаритель. Установлены оптимальные дозы фторотана для различных животных. Для ингаляционной общей анестезии у крыс необходимо 2--3 об.% фторотана в потоке смеси закиси азота с кислородом в соотношении от 1:1 до 3:1. Для индукции в анестезию собак и свиней необходимо 2--3 об.% препарата, подаваемого через специальную маску. Для поддержания анестезии достаточно 1 об.%. При анестезии у крупных животных доза анестетика должна быть в 1,5--2 раза выше, но при этом может усиливаться отрицательное влияние, которое аналогично наблюдаемому в клинической анестезиологии (снижение артериального давления, брадикар-дия, уменьшение сердечного выброса).

Закись азота у лабораторных животных менее эффективна по сравнению с человеком и приматами. При использовании закиси азота в качестве единственного анестетика очень трудно достичь необходимой глубины анестезии, если ее концентрация во вдыхаемой смеси менее 85%, а такие концентрации опасны. Однако положительные свойства закиси азота проявляются при сочетании ее с другими, более сильными ингаляционными анестетиками, например фторотаном, или анальгетиками.

Для общей анестезии используют и некоторые другие неингаляционные (хлоралоза, уретан, аллобарбитал, дипидолор) и ингаляционные анестетики (трихлорэтилен, энфлуран, изофлуран) [Гиммельфарб Г.Н., 1984; Holland А., 1973; Folle I., Levensone R., 1976; Green M., 1976; Blitt С. et al., 1979]. При анестезиологическом обеспечении экспериментов на животных достаточно широко используют также антигистаминные препараты (димедрол, супрастин). Они дают умеренный седативный и гипнотический эффект, усиливают действие анальгетиков и атарактиков. У собак для премедикации в сочетании с фентанилом и дроперидолом достаточно эффективна доза димедрола 2--3 мг/кг внутримышечно. Телятам и овцам препарат можно вводить подкожно в количестве 0,3 мл/кг.

5. Список литературы

1. Бунятян А.А., Мещеряков А.В., Цибуляк В.Н. Атаралгезия.-- Будапешт: Медицина, 1983. 171 с.

2. Герасимов Н.М., Гиммельфарб Г.Н., Назарова Т. А. Влияние анестезии и искусственного кровообращения на метаболизм гистамина и серотонина в эксперименте // Мед. жури. Узбекистана. 1983. -№ 4. -- С. 32--35.

3. Гиммельфарб Г.Н. Анестезия у экспериментальных животных. Ташкент: ФАН, 1984. 144 с.

4. Мозгов И. Е. Фармакология.-- М.: Колос, 1979.--416 с.

5. Сачков В.И., Сухонощенко Л.М., Коган Е.А. и др. Эиидуральная аналгезия кетамином в эксперименте//Анест. и реаниматол. 1986. № 4.- С. 7--12.

6. Chamberlain I., Seed R., Undre N. Myocardial depression by ketamine // Anesthesia. 1981.--Vol. 35. - P. 366-370.

7. Gibbin J.P., Hartung J., Cottrell J.E. ct al. Effect of vecuronium on intracranial pressure, mean arterial pressure and heart rate in cats // Brit. J. Anaesth. 1986. Vol. 58, N 54. P. 441 -- 443.

8. Gomwalk N., Healing T. Ftomidate: a valuable anesthetic for // Lab Animals 1981 Vol 15 P. 151 152

9. Scfieller M. S, Told М.М., Drutimond J. С Isoflnrane, halotane and regional cerebral blood flow at various levels of PaCO, in rabbits // Anesthesiology. 1986. Vol. 64, N 5. P 598 604.

10. Vina J.R., Davis D. W., Hawkins R. A. The influence of nitrons oxide on nietionme, S-adcnosyemethionine and othe ammo acids//Anesthesiologv. 1986. Vol. 64, N 4. P. 490 495.

11. Wood M., Uctrecht J., Phyltlujon J.M. et al. The effect ol cemetidine on aneslhelic metabolism and toxity // Anaest. Analg/ - 1986. - Vol. 65, - P. 481-488.

Дата добавления: 2015-10-20 | Просмотры: 485 | Нарушение авторских прав