АкушерствоАнатомияАнестезиологияВакцинопрофилактикаВалеологияВетеринарияГигиенаЗаболеванияИммунологияКардиологияНеврологияНефрологияОнкологияОториноларингологияОфтальмологияПаразитологияПедиатрияПервая помощьПсихиатрияПульмонологияРеанимацияРевматологияСтоматологияТерапияТоксикологияТравматологияУрологияФармакологияФармацевтикаФизиотерапияФтизиатрияХирургияЭндокринологияЭпидемиология

Результаты и обсуждение

Изменение концентрация клеток C. moewusii во время роста в контрольных условиях и при добавлении метилртути представлено на рис.1А. Как видно из рисунка у контрольной культуры после лагфазы (3 часа) наблюдается быстрый рост количества клеток. При действии низких концентраций метилртути (10^-7М) в начальные часы количество клеток по сравнению с контролем несколько увеличивалось, но в дальнейшем наблюдалась остановка роста культуры. При концентрации 5´10^-7 М начального увеличения количества клеток не происходило, а при длительной инкубации (более 24 часа) наблюдалось существенное уменьшение числа клеток.

Рис 1. Изменения количества клеток (А) и параметра флуоресценции Fv/Fm (Б) суспензии C. moewusii в зависимости от времени инкубации 1-контроль, 2,3- метилртуть в концентрации 10^-7 М и 5´10^-7 М, соответственно.

Подобные зависимости отмечались в изменении уровня постоянной флуоресценции Fо (данные не приведены), который с высоким коэффициентом корреляции соответствует суммарному содержанию пигментов фотосинтетического аппарата клеток водорослей, осуществляющих светосбор световой энергии. Этот параметр рассматривают как косвенный показатель концентрации светопоглощающих пигментов водорослей (Matorin et al., 2004).

Фотосинтетический аппарат C. moewusii является чувствительной мишенью для солей ртути. Величина Fv/Fm отражает максимальной квантовой выход ФС 2,Она связана с процессами разложения воды и выделения кислорода. В контроле высокое значение Fv/Fm (0.7) сохранялось в течение длительного времени (рис.1 Б). Добавление метилртути приводило к полной инактивации ФС2 через 24 часа при концентрации всего 5´10^-7 М, что согласуется с данными о высоком токсическом действии этого вещества (Bertrand, Poirier, 2005; Graevskaya et al. 2003). В концентрации 10^-7 М метилртуть вызывала снижение величины Fv/Fm с 0.7 до 0.55. Изменения Fv/Fm, происходило главным образом, за счет уменьшения амплитуды максимальной флуоресценции Fm. Следует отметить, что при коротких в несколько часов инкубации водорослей с метилртутью Fo и, соответственно, количество клеток мало изменялось. При этом на коротких временах инкубации практически не изменялись спектры поглощения суспензий водорослей (данные не показаны), что свидетельствует об отсутствии влияния на пигментный аппарат. Поэтому изменения в фотосинтетической активности, регистрируемое по Fv/Fm, позволяет диагностировать токсикологический эффект на самых ранних стадиях воздействия.

Наиболее контрастные различия у водорослей при действии солей ртути были выявлены при измерении и анализе параметров флуоресценции на свету при разной интенсивности, то есть в условиях увеличивающейся световой нагрузки (см методику).

..

Рис.2. Изменения параметров флуоресценции в зависимости от интенсивности действующего света в клетках суспензии C. Moewusii, обработанных метилртутью в концентрации 10^-7 М-(А,В) и 5´10^-7 М (Б,С) при разных временах инкубации. А,Б- относительная скорость электронного транспорта ETR и В,С- нефотохимического тушение NPQ. 1-контроль, 2,3,4- время инкубации с MeHg -3, 24 и 48 часов, соответственно.

На рис 2 представлены световые зависимости относительной скорости нециклического электронного транспорта (ETR) водорослей после инкубации с метилртутью, рассчитанные как описано в методике. Видно, что в присутствии MeHg сильно уменьшается скорость электронного транспорта при всех освещенностях. В таблице приведены параметры, описывающие эти зависимости фотосинтетической активности от освещенности: коэффициент максимальной утилизации световой энергии, угол наклона на линейном участке световой кривой (α), максимальная относительная скорость электронов по электрон транспортной цепи (ETR_max) и насыщающая интенсивность света (Е_н). Максимальная относительная скорость электронов по электронтранспортной цепи (ETR_max) была наибольшей для контрольной культуры (Рис.2). После добавления метилртути наблюдались более низкое значение ETR_max. Крайне низкая скорость ETR отмечалась для клеток после суточной инкубации с 5´10^-7 М метилртути, что согласуется с низкими значениями темнового Fv/Fm в этих условиях. Коэффициент максимальной утилизации световой энергии (α) был наибольший у контрольных клеток (Рис.3). После добавления метилртути этот параметр снижался. Насыщающая интенсивность света (Е_н) максимальна для контроля и составляла 200 мкЕ/м²с¹. После добавления метилртути значения насыщающей интенсивности резко уменьшались. Важно отметить, что изменения в коэффициенте максимальной утилизации световой энергии (α) и насыщающей интенсивности света (Е_н) происходили раньше, чем при регистрации Fv/Fm (Рис 1).

Рис.3 Изменения параметров световой зависимости флуоресценции относительного электронного транспорта ETR в клетках суспензии C. moewusii в зависимости от времени инкубации 1-контроль, 2,3- метилртуть в концентрации 10^-7 М-и 5´10^-7 М, соответственно

А-коэффициент максимальной утилизации световой энергии, угол наклона ETR/PAR кривой (α) и Б-насыщающая интенсивность света (Е_н).

Снижение квантового выхода фотохимии ФС2 -Y при увеличении освещенности у водорослей связано с увеличением тепловой диссипации сброса избыточной световой энергии, когда она не способна утилизироваться в световых реакциях. Этот процесс отражается в развитие нефотохимического тушения флуоресценции на действующем свету и рассчитывается по формуле NPQ=(Fm/F'm)-1 (Schreiber et al., 1994). Ртутьсодержащие соединения, влияя на первичные процессы утилизации энергии в ФС 2, могут увеличивать диссипацию энергии в тепло в антенных комплексах ФС 2. На рис.2 приведены данные по изменению нефотохимического тушения флуоресценции (NPQ) под действием света в клетках С. moewusii через разное время после добавления к образцам метилртути. При низкой концентрации метилртути особенно в области невысоких интенсивностях действующего света наблюдалось увеличение значения NPQ по сравнению с контролем, тогда как при высокой 5´10^-7 М и инкубации более 3 часов происходило снижение амплитуды. Ранее нами этот эффект отмечался при действии метилртути на морские водоросли [Антал и др.,2003]. Вероятно, увеличение нефотохимического тушения флуоресценции при действии низких концентраций происходило за счет увеличения вклада энергизационного компонента внутритилакоидного рН вследствие нарушения процессов фосфорилирования в присутствии ртути. Более высокие концентрации значительно нарушают электронный транспорт и интактность фотосинтетических мембран, на которых образуется электрохимических градиент протонов, что соотвественно и нарушает нефотохимический сброс избыточной световой энергии. Нефотохимическое тушение флуоресценции в контрольном образце, а также образце, содержащем метилртуть, полностью подавлял метиламин, который является разобщителем фосфорилирования в тилакоидных мембранах (данные не приведены). Следует отметить, кривая изменений амплитуды NPQ от интенсивности света в контрольном и, особенно в обработанных образцах имеет немонотонную форму. В образцах обработанных метилртутью в концентрации 10^-7 М наблюдался начальный рост величины NPQ, небольшое падение при 60 мкЕ/м²с¹ с последующим ростом значения. Вероятно это связано с нелинейностью процессов при регистрации быстрых световых зависимостей.

Для выяснения влияния метилртути на фотосинтетическую активность клеток водорослей были исследованы параметры быстрой и замедленной флуоресценции с высоким временным разрешением на новом приборе М-РЕА2. Эти исследования важны как для выявления первичных механизмов воздействия этих веществ, так и для возможного использования разных параметров флуоресценции при биомониторинге токсического действия метилртути в водных системах.

На рисунке 2 представлены кинетические кривые индукции флуоресценции после включения света, нормированные по уровню О, т.е. представлены в виде F_t / F₀. В контрольных клетках форма кривой флуоресценции соответствовала описанной в литературе [11-13]. В кинетике индукции флуоресценции в ответ на свет высокой интенсивности обычно наблюдается несколько компонент, т.е. O-J-I-P переходы. Начальный уровень О соответствует интенсивности флуоресценции хлорофилла при «открытых» РЦ ФСII (F₀), когда все Q_А окислены_. Временной интервал достижения этого уровня до 50 мкс. Фаза O-J обусловлена светоиндуцированным восстановлением Q_А, тогда как следующие фазы отражают главным образом дальнейшее накопление восстановленного Q_А^-, обусловленное снижением его реокисления в результате восстановления акцепторов Q_B и пула хинонов. Снижение флуоресценции после достижения максимума P связывают с нефотохимическим тушением (NPQ) [11].

Как видно из рисунка 2 при действии метилртути значительно изменялась форма кривой O-J-I-P, увеличивалась скорость роста фазы О-J по сравнению с контролем.

Для проведения количественного анализа характеристик первичных процессов фотосинтеза на основе параметров кинетической кривой O-J-I-P использовали, так называемый, «JIP-тест» [11]. JIP-тест оперирует следующими параметрами кинетической кривой индукции флуоресценции: а) интенсивностью флуоресценции при 50 мкс (F₀), 300 мкс (F_300мкс), 2 мс (F_J), 30 мс (F_I), 6 с (F_6c) и F_P (F_m -максимальный выход флуоресценции); б) временем достижения максимальной флуоресценции (tF_m) и в) площадью над кинетической кривой до уровня F_m.

Эти характеристики использовали для расчета следующих параметров, приведенных в таблице: 1 – относительной амплитуды O-J фазы Y_j=(F_j- F₀)/F_v - доля Qв-невосстанавливающих ФСII, у которых отсутствует контакт между двумя последовательными акцепторами ФСII -Q_А и Qв; 2 – параметра M₀=4´(F_300ms– F₀)/F_v, который отражает начальный наклон кривой роста индукционной кривой; величина M_O пропорциональна скорости восстановления Q_Ав условиях, когда Qв и пул пластохинонов находится преимущественно в окисленном состоянии; 3 – S_M=Area/ F_v – нормированной величины площади между OJIP кривой и величиной F_m, отражающей число оборотов ФСII во время OJIP фазы роста выхода флуоресценции; 4 – способности к pH-индуцированному нефотохимическому тушению флуоресценции q_E=(F_m–F_6s)/F_v; 5 – способности пула хинонов тушить флуоресценцию q_PQ=(F_m–F_I)/F_v) _.

Обработка полученных кривых по стандартной процедуре JIP-теста позволила выявить значительные изменения в присутствии метилртути по сравнению с контролем. Так, при действии метилртути на клетки водорослей эффективность электронного транспорта снижалась, скорость восстановления первичного хинонного акцептора электронов Q_А (параметр M₀) увеличивалась. Подобные изменения, связывают с нарушением транспорта электронов между Q_А и Qв. Предполагают, что при индукции флуоресценции хлорофилла, вызванной светом высокой интенсивности, увеличение сигнала во время перехода O-J отражает накопление Q_A^- как в Q_B^- восстанавливающих ФСII, так и в Q_B-невосстанавливающих ФСII. [11]. Доказательством является тот факт, что диурон, который ингибирует электронный транспорт между Q_A и Q_B, приводит к быстрому росту флуоресценции до максимального уровня за время 2 мс, которое соответствует появлению пика J в контроле. Анализ показал, что при действии ф метилртути увеличивается количество Q_В-невосстанавливающих центров ФСII, неспособных восстанавливать пул хинонов. Об этом же свидетельствует также ряд других параметров (Табл.2.) Соответственно, увеличивалось значение параметра M₀, который отражает начальный наклон кривой роста индукционной кривой, Значение параметра S_M также увеличивалось..В тоже время относительная амплитуда фазы J-I (V_I) изменилась мало.

На индукционных кривых быстрой флуоресценции видно подавление спада флуоресценции после достижения максимума, возникающего за счёт ΔрН зависимого нефотохимического тушения (параметр qE = (F_m - F_6s)/F_v). Значение этого параметра уменьшалось в присутствии метилртути, что указывает на снижение энергизации мембран. С пособность пула хинонов тушить флуоресценцию q_PQ=(F_m–F_I)/F_v водорослей, обработанных метилртути в концентрациях 10^-6 М мало изменялась. При более высоких концентрациях наблюдалось уменьшение этого параметра.

Одновременное измерение кинетической кривой ΔA820 на приборе М-РЕА2 показывает, что действие света у темноадаптированного объекта вызывает начальное окисление Р₇₀₀ (с максимумом накопления Р₇₀₀⁺ при t ≈ 30 мс), которое сменяется восстановлением Р₇₀₀ (Рис.2). При этом сигналы флуоресценции, отражающие восстановление Q_А, и процессы восстановления Р₇₀₀ выходят на плато примерно синхронно. Параллельное накопление восстановленных форм Р₇₀₀ и Q_А отражает восстановление переносчиков на всём участке ЭТЦ между фотосистемами в связи с отсутствием оттока электронов из акцепторной части ФСI в условиях, когда FNR (ферредоксин-NADP-редуктаза) инактивирована вследствие темновой инкубации [12,14]. При длительном освещении (~ 10 с) наблюдали вторую волну окисления Р₇₀₀, которую объясняют оттоком электронов от ФСI при активации FNR и ферментов цикла Кальвина.

В присутствии метилртути сохраняется способность пигмента реакционного центра ФСI - Р₇₀₀ к процессам окисления при включении света (Рис.2.). Однако, у обработанных метилртути водорослей, наблюдалось снижение скорости восстановления Р₇₀₀ от ФСII, вследствие ингибирования электронного транспорта. Такие изменения особенно заметны в интервале времени >10 с и согласуются с увеличением Q_В-невосстанавливающих РЦ ФСII.

Миллисекундная замедленная флуоресценция (ЗФ) возникает в результате вторичной реакции рекомбинации и зависит от величины электрохимического градиента протонов на тилакоидной мембране, энергия которого снижает энергию активации реакции рекомбинации [12]. Поэтому ЗФ является одним из методов, который позволяет следить за изменением градиента протонов мембраны клетки. Максимум на кривой ЗФ в миллисекундном диапазоне (I₁) совпадает с фазой возрастания J-I на индукционной кривой быстрой флуоресценции (Рис.2). Образование I₁ может быть обусловлено накоплением определённых редокс-состояний, отвечающих за рекомбинацию зарядов и испускание квантов ЗФ (т.е. высвечивающие состояния), а также усилением ЗФ за счёт образующегося электрического потенциала на мембране. Наличие второго пика ЗФ - I₂ - в секундном диапазоне связано с фотоиндуцированным образованием трансмембранного градиента протонов, который увеличивает константу скорости излучательных переходов в РЦ ФСII. Эти закономерности рассмотрены во многих работах [12,15].

В присутствии метилртути (при достаточно низких концентрациях) наблюдалось снижение пиков на кривой ЗФ в областях 20-50 мс и 1 с, что свидетельствует об уменьшении электрической (потенциал) и химической составляющих электрохимического градиента протонов. Особенно сильно влиял на электрическую компоненту пирокатехин.

Заключение.

Известно, что соли тяжелых металлов могут влиять на разные процессы в растительной клетке. В литературе имеются данные о том, что ионы тяжелых металлов действуют путем связывания с органическими кислотами или фосфатными анионами, блокируя важнейшие группы (такие как сульфгидрильные), а также путем замещения ионов других металлов в белках (Ochiai, 1987; Stohs, Bagchi, 1995; Rauser, 1999). Вследствие этого развиваются процессы перекисного окисления липидов, наблюдается нарушение ионного транспорта и гомеостаза, повышение концентрации АТФ, ингибирование ферментных систем (ферментов антиокислительной системы, АТФаз), и повреждение ДНК (Luo et al., 1996; Navari-Izzo,Quartacci, 2001).

Выше описанные изменения как видно на рис.1 проводят к остановке роста популяции клеток водорослей. Именно на анализе скорости роста водорослей при действии токсикантов основаны методы биотестирования, используемые при оценки загрязнения водной среды различными агентами или выработки норм допустимых нагрузок на водные экосистемы [см. Руководство Минприроды, 2002]. Вместе с тем наши опыты с метилртутью показали, что, уже при коротких в несколько часов инкубации даже при низких концентрациях метилртрути происходят изменения в световых реакциях фотосинтеза водорослей, которые отражаются в изменениях световых зависимостей параметров флуоресценции. Происходило уменьшение квантового выхода фотохимического превращения поглощенной световой энергии в фотосистеме 2 и относительной скорости нециклического электронного транспорта активность ФС 2, а также. изменения в коэффициенте максимальной утилизации световой энергии (α) и насыщающей интенсивности света (Е_н). Кроме того, метилртуть увеличивала тепловую диссипацию энергии возбуждения в антенных комплексах ФС 2, что, по предварительным данным, связано с нарушением процесса фосфорилирования в тилакоидах.

Поскольку при коротких временах количество клеток мало изменяется сложно контролировать токсикологическое воздействие по скорости роста. Именно поэтому изменения в фотосинтетической активности, регистрируемое примененным нами методом по световым кривым электронного транспорта и NPQ, позволяет диагностировать токсикологический эффект на самых ранних стадиях воздействия и соответственно на более ранних стадиях принимать природоохранительные меры.

Токсическое действия метилртути на активность ФС 2, усиливается при увеличении интенсивности освещения, вероятно в результате ингибирования процесса репарации фотосистемы. Ранее подобный эффект был описан и для солей меди (Vavilin et al.,1995; Patsikka et al.,1998). Последнее может играть существенную роль в снижении фотосинтетической активности клеток при действии низких концентраций этих металлов в условиях фотоокислительного стресса и использовано для обнаружения действия низких концентраций солей ртути на водорослевые сообщества.

Работа выполнена в рамках научной программы Авторы глубоко признательны за поддержку и помощь в организации исследований. Авторы также выражают искреннюю благодарность за предоставленный материал.

Адрес для корреспонденции: Д. Н. Маторин

119899. Москва, Московский государственный университет, биологический факультет, кафедра биофизики, факс (095) 939-11-15, электронная почта matorin@biophys.msu.ru

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Bulychev A.A., Osipov V.A., Matorin D.N., Vredenberg W.J. Effects of far-red light on fluorescence induction in infiltrated pea leaves under diminished ΔpH and Δφ components of the proton motive force // J. Bioenerg. Biomembr. 2013. V. 45. P. 37–45.

2. Маторин Д.Н., Тодоренко Д.А., Сейфуллина Н.Х., Заядан Б.К., Рубин А.Б. Влияние наночастиц серебра на параметры флуоресценции хлорофилла и реакции Р700 зеленой водоросли Chlamydomonas reinhardtii // Микробиология. 2014. Т. 83. C. 33–40.. Matorin D. N., Todorenko D.A., Seifullina N. Kh., Zayadan B.K., Rubin A. B. Effect of silver nanoparticles on the parameters of chlorophyll fluorescence and P700 reaction in the green alga Chlamydomonas reinhardtii //Microbiology. -2013.-V. 82(6). -P.862-867.

Маторин Д.Н., Плеханов С.Е., Братковская Л.Б., Яковлева О.В., Алексеев А.А. Действие фенолов на параметры флуоресценции хлорофилла и реакции Р700 зеленой водоросли Scenedesmus quadricauda // Биофизика.2014.Т. 59. С. 458–465. Matorin, D.N., Plekhanov, S.E., Bratkovskaya, L.B.,

Yakovleva, O.V., and Alekseev, A.A., The effect of phe_

nols on the parameters of chlorophyll fluorescence and

reactions of P700 in green algae Scenedesmus quadrcauda, Biophysics, 2014, vol. 59, pp. 374–379.

3. Strasser R.J., Tsimilli-Michael M., Qiang S., Goltsev V. Simultaneous in vivo recording of prompt and delayed fluorescence and 820-nm reflection changes during drying and after rehydration of the resurrection plant Haberlea rhodopensis // Biochim. Biophys. Acta. 2010. V. 1797. P. 1313–1326.

4. Goltsev V., Zaharieva I., Chernev P., Strasser R. Delayed fluorescence in photosynthesis // Photosynth. Res. 2009. V. 101. P. 217–232.

Matorin, D.N., Osipov, V.A., Seifullina, N.Kh., Vene_

diktov, P.S., and Rubin, A.B., Increasing toxic effect of

methylmercury on Chlorella vulgaris under high light

and cold stress conditions, Microbiology (Moscow),

2009, vol. 78, no. 3, pp. 321–327.

Matorin, D.N. and Rubin, A.B., Fluorestsentsii khloro_

filla vysshikh rastenii i vodoroslei (Chlorophyll Fluores_

cence in Algae and Higher Plants), Moscow–Izhevsk:

IKI_RKhD, 2012.

Маторин Д.Н., Рубин А.Б. Флуоресценции хлорофилла высших растений и водорослей. – М. – Ижевск: ИКИ-РХД. – 2012. – 256 с.

Гольцев В.Н., Каладжи М.Х., Кузманова М.А., Аллахвердиев С.И. Переменная и замедленная флуоресценция хлорофилла a – теоретические основы и практическое приложение в исследовании растений. Москва–Ижевск: Институт компьютерных исследований, 2014. 220 с.

Gol’tsev, V.N., Kaladzhi, M.Kh., Kuzmanova, M.A.,

and Allakhverdiev, S.I., Peremennaya i zamedlennaya

fluorestsentsiya khlorofilla a _ teoreticheskie osnovy i

prakticheskoe prilozhenie v issledovanii rastenii (Variable

and Delayed Fluorescence of Chlorophyll a – Theoret_

ical Basics and Practical Application in Plant Investigations), Moskva–Izhevsk, 2014.

.Антал Т.К., Граевская Е.Э., Маторин Д.Н., Воронова Е. Н., Погосян С.И., Кренделева Т.Е., Рубин А.Б. Изучение токсического действия хлорида ртути и метилртути на фотосинтетическую активность диатомовой водоросли Thalassiosira weissflogii флуоресцентными методами // Биофизика. 2003. Т. 49. №1. С.72-78.

and Cell Biology. V.10. Ed. J. Barber,Greenwich, Connecticut. JAI Press Inc., P. 151-196.

Bertrand, M. and Poirier, I.: Photosynthetic organisms and excess of metals. Photosynthetica 43 (3): 345-353, 2005

Brack W., Frank H. Chlorophyll a fluorescence: a tool for the investigation of toxic effects in the photosynthetic apparatus // Ecotoxicology and Environmental Safety. 1998. Vol.40. №l-2. P.34-41.

Genty, B., Briantais, J.M. and Baker, N.R. (1989) The relationship between quantum yield of photosynthetic electron transport and quenching of chlorophyll fluorescence. Biochim. Biophys. Acta 990: 87–92.

Graevskaya EE, Antal TK, Matorin DN, Voronova EN, Pogosyan SI, Rubin AB. Evaluation of diatomea algae Thalassiosira weissflogii sensitivity to chloride mercury and methylmercury by chlorophyll fluorescence analysis. // J. Phys.IV France 2003, 107:569-572.

Herlory O., Richard P., Blanchard G. F. (2007) Methodology of light response curves: application of chlorophyll fluorescence to microphytobenthic biofilms. Mar Biol 153:91–101

Janeau P., Dewez D., Matsui S., Kim S-G, Popovich R..Evaluation of different algal species sensitivity to mercury and metolachlor by PAM-fluorometry // Chemosphere. 2001. V. 45. P. 589-598.

Jassby A.D., Platt T. Mathematical formulation of the relationship between photosynthesis and light for phytoplankton // Limnol. Oceanogr. 1976. V. 21. P. 540-547.

Lewin R.A., (1952) Ultraviolet induced mutations in Chlamydomonas moewusii Gerloff. J. Gen. Microbiol. V. 6, P. 233-248.

Lippemeier S., Harting P., Colijn F. Direct impact of silicate on the photosynthetic performance of the diatom Thalassiosira weissflogii assessed by on- and off-line PAM fluorescence measurements // J. Plankton Res. 1999. V. 21. P. 269-283.

Lu C.M., Chau C.W., Zhang J.H. Acute toxicity of excess mercury on the photosynthetic performance of cyanobacterium, S. platensis – assessment by chlorophyll fluorescence analysis // Chemosphere. 2000. V. 41. P. 191-196.

Luo, H., Lu, Y., Shi, X., Mao, Y., Delal, N.S.: Chromium (IV)-mediated Fenton-like reaction causes DNA damage: implication to genotoxicity of chromate. – Ann. clin. lab. Sci. 26: 85-191, 1996.

MacInture H.L., Kana T., Anning T., Geider R. Photoacclimation of photosynthesis irradiance response curves and photosynthetic pigments in microalgae and cyanobacteria // J. Phycology. 2002. V. 38. P. 17-38.

Matorin D.N., Antal T.K., Ostrowska M., Rubin A.B., Ficek D. 2004.Chlorophyll fluorometry as a method for studying light absorption by photosynthetic pigments in marine algae // Oceanologia. V. 46. №4. P.519-531.

Navari-Izzo, F., Quartacci, M.F.: Phytoremediation of metals. –Minerva Biotech. 13: 73-83, 2001.

Pätsikkä E., Aro E.-M., Tyystjärvi E. Increase in the quantum yield of photoinhibition contributes to copper toxicity in vivo // Plant Physiol. 1998. V. 117. P. 619-627.

Perminova I.V., Grechishcheva N.Yu., Kovalevskii D.V., Kudryavtsev A.V., Petrosyan V.S., Matorin D.N. Quantification and prediction of the detoxifying effects of humic substances related to their chemical binding to polycyclic aromatic hydrocarbons // Environ. Toxicol. Chem. 2001. V. 35. P. 3841-3848.

Platt T., Denman K.L., Jassby A.D. Modeling the productivity of phytoplankton // The Sea. Ed. Golberg E.D. N.Y.: John Willey, 1977. P. 807-856.

Ralph PJ, Gademann R (2005) Rapid light curves: a powerfull tool to assess photosynthetic activity. Aquat Bot 82:222–237

Rauser, W.E.: Structure and function of metal chelators produced by plants. – Cell Biochem. Biophys. 31: 1-30, 1999.

Schreiber U, Bilger W, Neubauer C (1994) Chlorophyll fluorescence as a nonintrusive indicator for rapid assessment of in vivo photosynthesis. In: Shulze ED, Caldwell MM (eds) Ecophysiology of photosynthesis. Springer, Berlin, pp 49–70

Schreiber U., Muller J., Haugg A., Gademann R., (2002) New type dual-channel PAM chlorophyll fluorometer for highly sensitive water toxicity biotest. Photosynthesis research 74. p. 317-330.

Serodio J, Vieira S, Cruz S, Barroso F (2005) Short-term variability in the photosynthetic activity of microphytobenthos as detected by measuring rapid light curves using variable fluorescence. Mar Biol 146:903–914

Stohs, S.J., Bagchi, D.: Oxidative mechanisms in the toxicity of metal ions. – Free Rad. Biol. Med. 18: 321-336, 1995.

Vavilin DV, Polynov VA, Matorin DN, Venediktov P.S., (1995) Sublethal concentrations of copper stimulate photosystem II photoinhibition in Chlorella pyrenoidosa. J Plant Physiol 146: 609–614.

White A. J., Critchley C. (1999) Rapid light curves: A new fluorescence method to assess the state of the photosynthetic apparatus. Photosynth Res 59: 63–72

Антал Т.К., Граевская Е.Э., Маторин Д.Н., Воронова Е. Н., Погосян С.И., Кренделева Т.Е., Рубин А.Б. Изучение токсического действия хлорида ртути и метилртути на фотосинтетическую активность диатомовой водоросли Thalassiosira weissflogii флуоресцентными методами // Биофизика. 2003. Т. 49. №1. С.72-78.

Дмитриева А.Г., Кожанова О.Н., Дронина Н.Л. Физиология растительных организмов и роль металлов. М.: Изд. МГУ, 2002. 159 с.

.

Дата добавления: 2015-09-03 | Просмотры: 659 | Нарушение авторских прав