АкушерствоАнатомияАнестезиологияВакцинопрофилактикаВалеологияВетеринарияГигиенаЗаболеванияИммунологияКардиологияНеврологияНефрологияОнкологияОториноларингологияОфтальмологияПаразитологияПедиатрияПервая помощьПсихиатрияПульмонологияРеанимацияРевматологияСтоматологияТерапияТоксикологияТравматологияУрологияФармакологияФармацевтикаФизиотерапияФтизиатрияХирургияЭндокринологияЭпидемиология
|
Индикация и идентификация вируса. Вирусоскопия. ЭМ и ИЭМ в практических условиях не применяются
Вирусоскопия. ЭМ и ИЭМ в практических условиях не применяются. Из экспресс-методов диагностики наибольшего внимания заслуживает применение гибридизационного зонда. С помощью его (точечной гибридизации) удается дифференцировать два родственных морбилливируса - ВЧ КРС и ВЧ МЖЖ. Дифферен диагностика с помощью ДНК-зондов идентифицировала вспышку чумы КРС среда популяции баранов в Индии.
Обнаружение специфических телец-включений. В зараженных культурах клеток в цитоплазме одиночных клеток и симпластов появляются сначала мелкие эозинофильные включения округлой формы со светлым ободком вокруг. С увеличением размеров симпластов растут объем и число цитоплазматических включений. Последние принимают многоугольную, продолговатую формы или форму кольца, охватывающего ядра симпластов; в цитоплазме располагается до 10 включений. Вслед за появлением цитоплазматических включений в инфицированных клетках, в том числе и в симпластах, образуются внутриядерные оксифильные включения в количестве 2-4. Хроматиновая сеть ядра нарушается лишь вокруг включений. В некоторых случаях они занимают почти все ядро.
Биопроба. Идентифицировать ВЧ можно биопробой на иммунном и неиммунном скоте. Двух животных вакцинируют сухой вирусвакциной из шт. ЛТ (согласно утвержденному наставлению по применению препарата). Через 12 дн. вакцинированных и двух невакцинированных животных заражают испытуемым материалом (суспензия селезенки, лимфоузлов и крови). При наличии у невакцинированных животных специфической температурной реакции, клинических признаков и отсутствии таковых у иммунных животных биопроба считается положительной. У заболевших или павших животных обнаруживают специфический АГ в РСК и РДП.
РH. Применяют качественную и количественную РН. Для установления специфичности вызываемых вирусом поражений клеток проводят качественную РН, а для определения количества AT в сыворотке иммунных животных - количественную.
РСК. Применяют для прижизненной и посмертной диагностики чумы с целью выявления АГ в гомогенатах лимфоузлов, селезенки, а также в инфицированной культуре клеток. При использовании РСК с целью идентификации вируса в культуре клеток в качестве специфического и контрольного АГ используют культуральную жидкость с зараженной и незараженной культурами клеток.
РДП. Реакцию ставят по методу Оухтерлони. Вьмвление преципитирующего АГ ВЧ в органах больного КРС является ценным диагностическим тестом, поскольку этот АГ регулярно появляется в лимфоузлах больных животных, начиная с 1-го дня повышения температуры. На 3-й день болезни он выявляется лишь у 50% больных. РДП, как и РСК, дает быстрый ответ (через 12-18 ч). Оптимальный срок для взятия проб - период от 4-6 дн. после начала лихорадки до появления поражений во рту и диареи. Если нет животного в этой стадии болезни, рекомендуют брать образцы от погибшего животного. Для исследования пригоден материал даже от разлагающихся в течение 52 ч трупов, в качестве антител используют гипериммунные сыворотки кроликов и КРС.
Заведомо положительные и отрицательные АГ, приготовленные соответственно от больных и здоровых животных, используют в РДП одновременно. Положительную преципитирующую сыворотку получают от кроликов, иммунизированных инфицированными кроличьими тканями. РСК, РДП, РН и РНГА являются специфичными и эффективными лабораторными методами выявления АГ и идентификации ВЧ КРС. Однако показано, что аттенуированные штаммы ВЧ КРС в естественных условиях не стимулируют продуцирование преципитирующего антигена в тканях животных. Это может быть характерным признаком отличия вакцинного штамма от эпизоотического. В Иране в 1982 г. в зонах, где скот был вакцинирован, у привитых животных не обнаруживали образование преципитирующего антигена. Поэтому в зонах систематической вакцинации скота против данной инфекции диагноз поставить сложно.
ВИЭОФ. Предложен вместо РДП для быстрой диагностики чумы КРС. В качестве испытуемого АГ служит суспензия селезенки и лимфоузлов толстого кишечника КРС и овец, полученных во время вспышки болезни. ВИЭОФ проводят в 0,8%-ной агарозе на веронало-вом буферном растворе с рН 8,6. Гипериммунную сыворотку помещают в лунки вблизи анода, исследуемый материал - вблизи катода. Пластины помещают в горизонтальную ванночку с охлажденным вероналовым буфером. Линии преципитации образуются через 45 мин при силе тока 6 мА. ВИЭОФ при обнаружении АГ в тканях павших животных он оказался в 4-16 раз чувствительнее РДП и позволяет получить результат в течение 40 мин.
РТГА. Разработана для экспресс-диагностики чумы КРС. Если исследуемый материал содержит вирус, анти-ГА связываются, а их отсутствие или нехватку можно потом выявить, исследуя сыворотку в РТГА с использованием гемагглютинина ВК. При отсутствии вируса в исследуемом материале количество AT остается неизменным. В этой реакции используют родство АГ ВЧ КРС и ВК. Особую ценность она имеет для диагностики случаев заболевания, вызванных штаммами с ослабленной вирулентностью.
ИФ. В качестве исследуемого материала используют мазки-отпечатки и гистологические срезы (селезенка, лимфоузлы, печень, слизистые оболочки ротовой полости и кишечника) из органов и тканей больных животных или инфицированные этими материалами культуры клеток. Возможно применение непрямого ИФ для обнаружения специфического АГ. Четкие результаты получают в случаях, если ФИТЦ-конъюгат изготовлен на основе гамма-глобулина, выделенного ионообменной хроматографией из специфической сыворотки. Прямая ИФ позволяет обнаруживать АГ в более ранние сроки: в мазках-отпечатках из органов больных животных через 2 ч, в зараженной культуре клеток - на 1 пассаж ранее появления ЦПД - т.е. раньше на 8-10 дн (11). С помощью прямой ИФ возможно оценивать результаты РН в культуре клеток через 24-48 ч после постановки опыта, тогда как для оценки реакции по ЦПД вируса требуется 6-8 сут. Поэтому прямой метод ИФ признан высоко-специфичным, чувствительным и пригодным для экспресс-диагностики чумы КРС.
РНГА и РЗГА. Обе реакции позволяют дифференцировать сыворотки и АГ при использовании обработанных дубильной кислотой эритроцитов крови коз. Реакции основаны на адсорбции перекрестных AT из сыворотки, которая используется в РТГА.
ИФА. ИФА позволяет быстро выявлять АГ ВЧ КРС в патматериале. Наиболее часто АГ выявляли в мазках из поражений слизистой ротовой полости и лимфоузлов. АГ ВЧ наиболее часто выявляли у КРС моложе 3 лет, а у буйволов - в более старшем возрасте. В РДП и ИФА результаты совпадали, но последний позволял получить результат через 2-3 ч. Успешно вирус определяли в назальных и глазных секретах через 4 дн несмотря на то, что он там содержался в количестве не более 1,75 lg ТЦД50/мл. ИФА оказался более чувствительным по сравнению с выделением ВЧ КРС. Получены компоненты набора для диагностики чумы КРС методом твердофазного ИФА, которые обеспечивают обнаружение вирусспецифического АГ (нуклеопротеина) ВЧ КРС в лизатах зараженных клеточных культур и пробах органов больных животных, а также обеспечивали обнаружение AT в сыворотках больных и переболевших животных. Чувствительность ТФ ИФА при выявлении специфических антител в сыворотках крови больных и иммунных животных (метод ингибирования) сравнима с чувствительностью РТНГА с использованием эритроцитарного диагностикума на основе монАТ к ВЧ КРС.
Серодиагностика и ретроспективная диагностика. Для обнаружения AT используют РН, ВИЭОФ, РРГ и ELISA. Для серологического исследования берут кровь как можно раньше после установления клинических проявлений и повторно через 10-14 дн. Исследуют парные сыворотки крови не менее чем от 10 животных. ВНА и КСА у животных-реконвалесцентов обнаруживаются через 3-5 дн, поэтому чаще всего применяют РСК и РН. Ретроспективную диагностику чумы КРС проводят в очагах инфекции или при атипичном её течении на вакцинированном поголовье животных, имевших слабый поствакцинальный иммунитет, 4-кратное увеличение титра КСА и ВНА свидетельствует о наличии прошедшей инфекции.
РСК. Применяют чаще всего. На 3-4-й день после снижения температуры у животных обнаруживают КСА в титре от 1:10 до 1:40. На 21-30-й дн достигают максимума и удерживаются в течение 3 мес на уровне 1:80-1:160. Через 8 мес. титр их составляет 1:20-1:40.
PH. Можно ставить на кроликах, имея лапинизированный штамм. Учитывая дороговизну метода, используют крайне редко. Реакция в культурах клеток с использованием адаптированных к ним штаммов - метод более простой и дешевый. Для выявления и титрования ВНА метод микротитрования не уступает пробирочному, но выгодно отличается от него меньшей чувствительностью к колебаниям дозы. Чтобы избежать цитотоксического и ингибирующего проявления, рекомендуется делать первоначальное разведение сыворотки 1:5. Количественную РН можно проводить в двух вариантах: 1) с постоянной дозой вируса (200-500 ТЦД50) и двукратно возрастающими разведениями сыворотки; 2) с постоянной дозой сыворотки (разведение 1:5-1:10) и 10-кратными разведениями вируса 10-1-10-6.
Дифференциальная диагностика. Проводится по данным исследования вируссодержащего материала (гибридизационным тестом, биопробой, серологическими реакциями с видоспецифической сывороткой). В связи с тем, что в некоторых странах, чума КРС давно ликвидирована, при случайном заносе она может быть ошибочно диагностирована как вирусная диарея или злокачественная катаральная горячка, что необходимо иметь в виду при дифференциальной диагностике чумы.
Дата добавления: 2014-12-11 | Просмотры: 763 | Нарушение авторских прав
1 | 2 | 3 | 4 | 5 | 6 | 7 | 8 | 9 | 10 | 11 | 12 | 13 | 14 | 15 | 16 | 17 | 18 | 19 | 20 |
|