АкушерствоАнатомияАнестезиологияВакцинопрофилактикаВалеологияВетеринарияГигиенаЗаболеванияИммунологияКардиологияНеврологияНефрологияОнкологияОториноларингологияОфтальмологияПаразитологияПедиатрияПервая помощьПсихиатрияПульмонологияРеанимацияРевматологияСтоматологияТерапияТоксикологияТравматологияУрологияФармакологияФармацевтикаФизиотерапияФтизиатрияХирургияЭндокринологияЭпидемиология

Лабораторне заняття

Завдання:

1. Відпрацювати прийоми маркування, наркотизації, фіксації та експериментального ураження тварин інтраназальним, інтравенозним, інтрамускулярним та інтраперітонеальним методами.

2. Встановити у заражених лабораторних тварин симптоми захворювання.

3. Відпрацювати техніку розтину лабораторних тварин за Вагенером з метою визначення патологоанатомічних змін внутрішніх органів.

Матеріальне забезпечення:

Лабораторні тварини (білі пацюки або миші), разові гумові рукавички, барвники для кольорового маркування тварин (водні розчини пікринової кислоти та фуксину), ефір, вата, ексикатори, пінопластові або парафінові дошки та голки для фіксації тварин, 2% спиртовий розчин йоду, скляні палички, 75% етанол, стерильні шприци на 2 мл з голками, фізрозчин, вата, піпетки Пастера, стерильні інструменти (ножиці, пінцети, корнцанги, скальпелі), склянки для інструментів з дезрозчином, стерильні чашки Петрі для секційного патологічного матеріалу, пакети для сміття (бажано такі, що герметично закриваються), мило, рушник.

Хід роботи:

1. Демонстрація викладачем: а) огляду тварини перед експериментом; б) прийомів роботи зі стерильними інструментами, підготовки шприца та його наповнення інфекційним матеріалом; в) маркування, наркотизації, фіксації, депіляції та експериментального ураження тварин; г) евтаназії лабораторних тварин та розтину за Вагенером; д) відбору секційного патологічного матеріалу (мозку, легень, серця, печінки, селезінки та нирок).

2. Самостійна робота студентів: а) відпрацювання прийомів маркування, наркотизації, фіксації, депіляції та експериментального ураження тварин (фізрозчин); б) відпрацювання евтаназії тварин інгаляцією у замкненому просторі та наступного розтину за Вагенером; в) відбір секційного патологічного матеріалу від лабораторних тварин у стерильні чашки Петрі.

2.1. Провести маркування лабораторних тварин водними розчинами фуксину та пікринової кислоти.

2.2. Наркотизувати тварину шляхом інгаляції парами ефіру в ексикаторі.

2.3. Зафіксувати тварину на дошці для фіксації.

2.4. Підготувати стерильний шприц та наповнити його стерильним фізрозчином для відпрацювання експериментального інфікування лабораторних тварин.

2.5. Здійснити експериментальне зараження лабораторних тварин інтраназальним, інтрамускулярним, інтравенозним та інтраперітонеальним методами.

2.6. Встановити у заражених лабораторних тварин наявність чи відсутність візуальних симптомів хвороби.

2.7. Відпрацювати метод евтаназії заражених лабораторних тварин шляхом інгаляції парами ефіру в ексикаторі.

2.8. Провести розтин трупа експериментально інфікованої лабораторної тварини за Вагенером з метою виявлення патологоанатомічних змін в органах і вилучити їх (мозок, легені, серце, печінка, селезінка, нирки) у стерильні чашки Петрі.

Методичні рекомендації:

Бажано використовувати одного пацюка на два студенти, оскільки наркотизацію, інтравенозне ураження та розтин тварини зручніше проводити вдвох.

Будь-яка робота з тваринами вимагає дотримання головного правила - до тварини можна доторкатися тільки інструментами чи руками в гумових рукавичках.

При застосуванні пацюків маркування доцільніше проводити після наркотизації внаслідок агресивності тварин або ж навіть після експериментального ураження.

У випадку застосуванні пацюків при їх наркотизації інгаляцією у замкненому просторі можна використовувати лише ефір, але не хлороформ, оскільки останній викликає у цих лабораторних тварин суттєвий набряк легень, що може призвести до їх передчасної загибелі.

Фіксація тварини на дошці може проводитися двома шляхами – вниз та догори черевом, відповідно. Інтравенозне та інтраназальне ураження вимагає фіксації черевом униз, а інтрамускулярне та інтраперітонеальне – черевом догори.

При підготовці шприца до ураження (наборі інокуляту) потрібно пам’ятати, що у випадку інтравенозного ураження у набраній рідині ні в якому разі не повинні бути пухирці повітря. Їх введення у вену спричинює швидку загибель тварини (протягом 1-5 хв) внаслідок повітряної емболії. Від повітря у шприці можна звільнитися, повернувши його вертикально голкою догори, попередньо увіткнувши її у товщу стерильного шматочка вати, загорнутого у паперовий конверт, та злегка натиснувши на поршень. Вата допомагає звільнитися від пухирців повітря, перешкоджаючи при цьому розповсюдженню вірусного препарату зі шприцу. Також при будь-якому методі ураженні потрібно враховувати допустимий об’єм рідини, який можна вводити відповідним способом (табл.2.7).

Перед будь-яким ураженням необхідно депілювати та дезінфікувати відповідну ділянку шкіри. При інтраназальному ураженні потрібно правильно розрахувати час наркотизації, оскільки при слабкому наркозі у тварини виникає чхальний рефлекс, тварина поштовхами намагається вивести матеріал з дихальних шляхів, він розбризкується і може інфікувати експериментатора та зовнішнє середовище. При надто глибокому наркозі дихання тварини стає поверхневим, і матеріал погано втягується в ніздрі. У випадку інтравенозного ураження потрібно розширити бічні хвостові вени пацюка. Для цього іх масажують або тримають декілька хвилин у гарячій воді. Один студент передавлює вену у кореня хвоста, щоб вона набрякла (кров тече у напрямку до кореня). Голку вводять під гострим кутом у напрямку до кореня хвоста. Якщо голка попала в судину, то рідина легко виходить з шприцу, а вена нижче стає прозорішою. Звільнивши вену поблизу кореня, повільно вводять матеріал. Надалі вену знову передавлюють нижче місця ін’єкції, виймають голку, а місце введення матеріалу притискають сухою ватою. При інтрамускулярному ураженні матеріал вводять голкою майже перпендикулярно поверхні тіла, проколюючи шкіру, підшкірну клітковину та товщу м’язів в області стегна. Для інтраперітонеального ураження тварину спеціально фіксують головою вниз для того, щоб внутрішні органи та кишечник опустилися до діафрагми. Місце ін’єкції визначають в нижній третині живота вище симфізу, трохи відступаючи від серединної лінії живота. Рукою злегка відтягують лапу тварини, створюючи натяг шкіри та м’язів черевної стінки. Для попередження поранення кишечнику та внутрішніх органів кінець голки повинен бути тупим (сточеним) або ж голка має бути коротка (від інсулінового шприцу).

При розтині тварин на дошку для фіксації потрібно покласти лист паперу відповідного розміру або більшого, зверху якого фіксують труп тварини. Після розтину тварину загортають у цей папір та викидають у контейнер для трупів або відповідний пакет. Для уникнення контамінації органів спочатку розтинають череп тварини, потім грудну порожнину, потім черевну. На кожному етапі використовують новий набір стерильних інструментів.

Контрольні завдання:

1. Занотувати в робочі журнали:

- результати огляду лабораторної тварини перед експериментом;

- застосований спосіб маркування тварини та безпосередньо номер мітки;

- використані методи зараження тварини, тип та кількість введеного вірусного матеріалу;

- протокол розтину трупа інфікованої лабораторної тварини з результатами огляду патологічних змін внутрішніх органів (мозку, легень, серця, печінки, селезінки та нирок), враховуючи їх форму, колір, консистенцію, стан поверхні, наявність чи відсутність крововиливів;

- висновки про тропізм вірусу, ураженість органів.

2. Замалювати в альбоми:

- схему кольорового маркування лабораторних тварин (за методом Тойффеля; з допомогою розчинів фуксину та пікринової кислоти);

- методи ураження лабораторних тварин (інтраназальний, інтравенозний, інтрамускулярний, інтраперітонеальний);

- схему розтину лабораторних тварин за Вагенером.

Контрольні запитання:

1. З якими цілями використовують лабораторних тварин у вірусологічних дослідженнях?

2. Які недоліки застосування лабораторних тварин у порівнянні з іншими модельними об’єктами вам відомі?

3. Чому у конкретному вірусологічному експерименті використовується не одна лабораторна тварина, а не менше трьох?

4. Що таке модельні об’єкти? Які модельні об’єкти ви можете назвати?

5. Чим індикація вірусу у патологічному матеріалі відрізняється від ідентифікації збудника?

6. Для чого здійснюється титрування вірусного матеріалу?

7. Чим пояснюється різноманіття видів лабораторних тварин?

8. Яким вимогам повинні відповідати тварини, яких відбирають для вірусологічних досліджень?

9. Дати характеристику умовам утримання лабораторних тварин.

10. Що таке канібалізм і які існують заходи його профілактики?

11. Охарактеризувати карантин, його суть, причини, заходи реалізації.

12. Етапи роботи з тваринами при проведенні вірусологічного експерименту.

13. Які прийоми маркування лабораторних тварин знайшли використання у вірусологічних дослідженнях?

14. Для чого і яким чином проводять наркоз лабораторних тварин?

15. Що таке тропізм вірусу? На які категорії віруси поділяються за тропізмом?

16. Який існує зв’язок між тропізмом вірусу, методом ураження тварини та досліджуваним патологічним матеріалом?

17. Які методи експериментального зараження лабораторних тварин вам відомі?

18. Чим регламентується вибір методу ураження тварини?

19. Як і для чого здійснюється контроль за зараженими тваринами?

20. Охарактеризувати види патологічного матеріалу, який одержують від заражених лабораторних тварин.

21. Що таке сліпий пасаж?

22. Які ознаки розмноження вірусу в організмі заражених лабораторних тварин відомі?

23. Які існують способи одержання крові у лабораторних тварин?

24. Чим відрізняється плазма крові від сироватки крові?

25. Охарактеризувати етапи одержання еритроцитів крові лабораторних тварин.

26. Дати характеристику способам евтаназії лабораторних тварин.

27. Охарактеризувати послідовність та особливості зовнішнього огляду трупа загиблої лабораторної тварини перед його розтином.

28. Техніка розтину трупа лабораторної тварини та одержання секційного матеріалу.

29. На чому заснований вибір певного органу, який вилучають при розтині з організму зараженої лабораторної тварини в якості вірусовмісного матеріалу?

30. Які види патологічного матеріалу можуть бути відібрані від лабораторної тварини (у ході експерименту, а також після евтаназії тварини)?

31. Охарактеризувати застережні заходи, що застосовуються при роботі з інфікованими лабораторними тваринами.

32. Неінфікована тварина у віварії демонструє ознаки хвороби невстановленого походження. Ваші дії?

33. До вірусологічного експерименту були відібрані десять пацюків. Перед їх зараженням було помічено, що три пацюки ведуть себе нетипово і відмовляються від їжі. Ваші дії?

34. Що є необхідною умовою вдалого інтраназального ураження лабораторних тварин вірусом грипу типу А?

35. Який спосіб зараження може бути використаний при інфікуванні лабораторних тварин вірусом простого герпесу і чому?

36. При імунізації тварини був внутрішньовенно введений повний ад’ювант Фрейнда. Як це може вплинути на швидкість вироблення імунітету та його стійкість?

37. Необхідно отримати 150 мл специфічної поліклональної антисироватки до вірусу тютюнової мозаїки. Яку лабораторну тварину доцільніше використати у даному випадку?

38. Хворіє поголів’я свиней. Ознаки хвороби: втрата орієнтації у просторі, відмова від їжі, швидка втома. Який патологічний матеріал має бути зібраний від забитої тварини для аналізу і чому?

39. При розтині тварини було помічено, що внутрішні органи грудної порожнини мають численні крововиливи. Який висновок можна зробити про тропізм та природний спосіб передачі невідомого збудника?

40. Необхідно зробити тотальний забір крові для виділення еритроцитів у піддослідного кроля. Вкажіть всі етапи цієї процедури.

Література:

Дроздов С.Г., Гарин Н.С., Джиндоян Л.С., Тарасенко В.М. Основы техники безопасности в микробиологических и вирусологических лабораториях. –М., 1987.

Западнюк И.П., Западнюк В.И., Захария В.А. Лабораторные животные. Разведение, содержание, использование в эксперименте. –К., 1974.

Каришева А.С., Сюрин В.Н. Руководство по практической вирусологии (справочное пособие). –Кишинев: «Штиинца», 1980.

Лоскутова З.Ф. Виварий. –М.: Медицина, 1980.

Любина А.Я., Неменова Ю.М., Полеес М.Э., Чернобельская Г.М. Руководство к практическим занятиям по технике лабораторных работ. –М., 1988.

Патологоанатомическая диагностика вирусных болезней животных. Справочное издание / под ред. Н.И. Архипова. –М., 1984.

Посібник з медичної вірусології / під ред. В.М. Гиріна. –К.: Здоров’я, 1995. -367 с.

Практикум із загальної вірусології / за ред. А.Л. Бойка. –К.: Видавничий центр „Київський університет”, 2000. -269 с.

Справочник по микробиологическим и вирусологическим методам исследования / под ред. М.О. Биргера. –М., 1973.

Сюрин В.Н., Белоусова Р.В., Соловьев Б.В., Фомина Н.В. Методы лабораторной диагностики вирусных болезней животных: Справочник. –М., 1986.

Топчий М.К., Корнюшенко Н.П. Руководство к практическим занятиям по вирусологии. –К., 1967.

Троценко Н.И., Белоусова Р.В., Преображенская Э.А. Практикум по ветеринарной вирусологии. –М.: Агропромиздат, 1989. -287 с.

Феннер Ф., Мак-Ослен Б., Мимс С., Сэмбрук Дж., Уайт Д. „Биология вирусов животных”. т.1. –М.: Мир, 1977. -447 с.

Luckey T.D. Introduction to gnotobiology // Proceedings of the IX International Congress for Microbiology, Moscow, 1967.

Тема 2. Курячі ембріони та їх використання у вірусології

Зміст

Дата добавления: 2015-09-27 | Просмотры: 842 | Нарушение авторских прав