 |
|
АкушерствоАнатомияАнестезиологияВакцинопрофилактикаВалеологияВетеринарияГигиенаЗаболеванияИммунологияКардиологияНеврологияНефрологияОнкологияОториноларингологияОфтальмологияПаразитологияПедиатрияПервая помощьПсихиатрияПульмонологияРеанимацияРевматологияСтоматологияТерапияТоксикологияТравматологияУрологияФармакологияФармацевтикаФизиотерапияФтизиатрияХирургияЭндокринологияЭпидемиология |
Гвінейської свинки. свинки
швидко виймають голку. Найбільш зручне місце для підшкірного введення матер-іалу в мишей і щурів – на спині біля кореня хвоста, а в гвінейських свинок та кроликів – у ділянці спини чи живота. Мишам вводять 0,5-1,0 мл матеріалу, щу-рам і свинкам – 1,0-1,5 мл, кроликам – не більше 3,0 мл. Внутрішньом ’ язове зараження проводять у ділянку тіла з найбільш розви-неним м’язовим шаром. У кроликів, гвінейських свинок, щурів і мишей – це м’я-зи верхньої т ретини задньої лапи, у курей і гол у б і в – грудний м’яз. Ділянку шкіри в місці ін’єкції обробляють так само, як і при підшкірному введенні. Потім вели-ким і вказівним пальцями лівої руки захоплюють товсту м’язову складку і вводять голку майже під прямим кутом в глибину м’язів (рис. 32). Часто цим методом користуються для експериментального відтворення ана-еробних клостридіальних інфекцій.
Внутрішньоочеревинне зараження. Спочатку вистригають шерсть на жи-воті в нижній його третині, протирають спиртом або розчином йоду. Для поперед-ження ушкоджень кишечника тварину тримають вниз головою. З цією ж метою використовують короткі голки з притупленим кінцем. У кроликів і гвінейських свинок роблять маленький надріз шкіри (2-3 мм) у нижній третині живота збоку від середньої лінії. Під гострим кутом вводять голку між шкірою і м’язами, потім переводять її в перпендикулярне положення до очеревини, буравлячим рухом про-колюють її, відчуваючи ніби “провал” у черевну порожни-ну, і вводять досліджуваний матеріал. На місце розрізу на-кладають шов або хірургічну скрепку. При зараженні ми-шей і щурів шерсть не голять і надріз не роблять (рис. 33). Максимальні дози дослі- Частина І. Загальна мікробіологія
Рис. 33. Зараження миші в черевну порожнину: а – фіксація; б – введення. щурам – 3 мл, гвінейським свинка м – 5 мл і крол икам – 10 мл. Цей метод засто со-вують для швидкого відтворення інфекційного процесу. Його не слід використо-вувати, якщо досліджуваний матеріал містить багато сторонніх мікробів (грунт, вміст кишечника тощо), щоб не викликати смертельний перитоніт. Внутрішньовенний спосіб введення. У різних видів тварин при цьому кори-стуються різними венами: кроликів заражають у крайову вену вуха, мишей і щурів – у вену хвоста, гвінейських свинок – у вену стегна, попередньо надрізавши шкіру та відсепарувавши її. Для внутрішньовенних ін’єкцій використовують голки з довгим косим зрізом. Найлегше цей спосіб здійснюється на кроликах завдяки по-верхневому розташуванню вушних вен. Перед введенням матеріалу тварину фіксу-ють у спеціальному боксі (рис. 34) або обгортають рушником. Впродовж зовніш-нього краю вуха вищипують шерсть, злегка вдаряють кінчиками пальців, або зма-зують ксилолом, щоб вени краще набрякли, протирають 70° спиртом. Помічник великим пальцем лівої руки натискає на вену біля основи вуха, щоб викликати ще більший застій крові. Го л ку вколюють у вену в напрямку від периферії до центру, тримаючи її майже паралельно до поверхні вуха (рис. 35).
Спочатку вводять невелику кількість матеріалу, щоб перевірити чи правиль-но вставлена голка. Якщо вона дійсно знаходиться у вені, рідина вводиться легко. Якщо ж при введенні невеликої кількості матеріалу виникає здуття навколо вени – голка в неї не потрапила. То д і її виймають і знову вводять у вену ближче до осно-ви вуха. Після ін’єкції рідини вену нижче проколу злегка притискають, на місце Розділ 6. Експериментальна інфекція уколу прикладають вату, змочену спиртом, голку виймають. Кровотеча припиняєть- ся досить швидко. При внутрішньовенному зараженні щурів і мишей користуються тонкими короткими (туберкуліновими) голками з косим зрізом. Перед введенням матеріа- лу хвіст тварини занурюють у теплу воду (50 °С), щоб викликати гіперемію. Корінь хвоста затискають пальцями, голку
вколюють в одну з бокових вен у нижній її третині, тримаючи шприц майже паралельно осі хвоста. Го л ку повертають зрізом наверх. Коли вона введена у вену, перестають натиска- ти на корінь хвоста і вводять матері- ал. Цей спосіб дуже часто викорис- товують при визначенні сили ток- Рис. 36. Введення токсину миші. синів (рис. 36). У курей і голубів зручно використовувати вени, які розташовані на внутрішній поверхні крил. Після вищипування пір’я вони стають чітко видимі. Ентеральне зараження. Найпростіше провести зараження через рот природ-ним шляхом, добавляючи інфекційний матеріал до корму тварин. Але при цьому досить важко точно визначити інфікуючу дозу. У зв’язку з цим частіше зараження проводять примусово. Мишу чи щура тримають вертикально (рис. 37). Культуру бактерій або інший заразний матеріал вводять за допомогою шприца, голка якого має незначну кривизну й напаяну на кінці оливу. Рот відкривають пінцетом. Кількість матеріалу, що вводять у шлунок мишей, становить 0,5-0,7 мл, для щурів – 2-3 мл. Кроликам і гвінейським свинкам заразний матеріал вводять через рот спеці-альним катетером або гумовою трубкою довжиною 7-8 см і шириною 0,3-0,5 см. Перед введенням трубки в рот вставляють дерев’яну планку з отвором посереди-ні. Через цей отвір обережно вводять у стравохід катетер, змазаний вазеліном. Щоб полегшити його проходження по стравоходу в рот тварини піпеткою вливають декілька крапель фізіологічного розчину хлориду натрію. Це викликає ковтальні
аб Рис. 37. Ентеральне зараження миші (а) і кролика (б). Частина І. Загальна мікробіологія рухи, під час яких трубка легко рухається по стравоходу й потрапляє до шлунка. Зовнішній кінець катетера приєднують до шприца, наповненого певною дозою заразного матеріалу. Його повільно вводять безпосередньо у шлунок в об’ємі 2,5-3,5 мл гвінейським свинкам і 3,5-5,0 мл кроликам. Інтраназальне зараження. Існує декілька способів зараження тварин через дихальні шляхи, при яких матеріал вводять або за допомогою інгаляції, або спеці-альними зондами безпосередньо в трахею чи бронхи. Однак їх використовують рідко. Найпростішим способом, який можна відтворити в будь-якій баклабора-торії, є закапування заразного матеріалу або культури бактерій в носові ходи тва-рин під легким ефірним наркозом. За допомогою шприца матеріал вводять крап-лями в носові хо д и мишей на глибину 1,0-1,5 мм, білих щурів – 2-3 мм, кроликів і гвінейських свинок – 3,5-4,0 мм. Щоб не пошкодити слизову оболонку, викорис-товують абсолютно тупі голки. За допомогою цього методу можна заражати ми-шей збудником кашлюку, міксовірусами, гвінейських свинок – рикетсіями та ін. Максимальний об’єм матеріалу, що вводиться, становить для мишей 0,03-0,05 мл, для щурів – 0,05-0,1 мл, для кроликів і гвінейських свинок – до 2 мл. Інтрацеребральне зараження. Кроликам і гвінейським свинкам роблять трепанацію черепа й заразний матеріал вводять через трепанаційний отвір безпо-середньо в мозок або під тверду мозкову оболонку (субдурально). Шкіру в місці трепанації вистригають від шерсті, протирають спиртовим розчином йоду. Потім її зміщують вбік і роблять розріз довжиною 1-3 см, паралельно осі черепа трохи вище задньої орбітальної лінії. Спеціальним інструментом – трепаном – роблять у кістці круглий отвір, через який вставляють голку і легким повільним натиском на поршень шприца вводять 2-3 краплі матеріалу. Отвір у кістці закривають, змістивши на місце шкіру, на яку накладають шви. Зараження щурів і мишей проводять без трепанації за допомогою туберкулі-нового шприца з тонкою, тупо обрізаною голкою. На останню надівають метале-ву муфточку, яка обмежує проникнення голки в мозок лише на глибину 1,5-2 мм. Мишу тримають лівою рукою так, щоб великий і вказівний пальці відтягували шкіру голови в напрямку до шиї, а між мізинцем і безім’яним пальцями утриму-вався хвіст. У місці проколу шкіру обробляють спиртовим розчином йоду, потім повільно вводять матеріал щоб не викликати раптово підвищення внутрішньоче-репного тиску. Цей спосіб на мишах-сисунках використовують для діагностики вірусних енцефалітів, геморагічних гарячок, коксакі-інфекції та ін. При визначенні результатів дослідів тварин, які загинули протягом першої доби, не враховують, оскільки їх загибель виникла від травматичних ушкоджень. Зараження в передню камеру ока. При цьому способі матеріал вводять на кон’юнктиву або в передню камеру ока. Найкраще цю операцію виконати на кро-ликах. Попередньо в кон’юнктивний мішок закапують 2 % розчин новокаїну. Тва-рину фіксують спиною доверху. Через 1-2 хв тонким очним пінцетом захоплюють складку кон’юнктиви зовні від поверхневого краю рогівки. Потім вводять тонку голку в рогівку біля її краю (лімба) і просувають у центральному напрямку до тих пір, поки в просвіті голки не появиться рідина з передньої камери ока. Після вито- Розділ 6. Експериментальна інфекція ку 2-3 крапель рідини на голку насаджують шприц і вводять інфікуючий матеріал в об’ємі не більше 0,05 мл. Го л ку швидко виймають, маленька ранка сама закри-вається. Око промивають стерильною водою або 3 % розчином борної кислоти. З діагностичною метою часто ставлять так звану кератокон’юнктивну пробу на гвінейських свинках. З цією метою у ко н ’юнктивний мішок вводять петлю ага-рової культури (або краплю бульйонної), не травмуючи рогівку. Одні бактерії (ши-гели) викликають кератит, інші (сальмонели) – кон’юнктивіт. Поява виразки на рогівці або її помутніння виникають на 2-5 добу. Пробу використовують для ви-значення належності культури до роду шигел. Такий спосіб на кролях використо-вують для відтворення герпетичної інфекції. Утримання заражених тварин. Після зараження лабораторні тварини на-зиваються “піддослідними”. Їх утримують в ізольованому приміщенні (віварії), окремо від розплідника, де розміщені здорові тварини. Приміщення для піддос-лідних тварин повинно бути теплим (10-15 °С) і сухим. Слід пам’ятати, що кроли-ки чутливі до вогкості, білі миші – до холод у, а гвінейські свинки і до вогкості, і до холоду. Дрібних тварин після зараження вміщують у високі скляні банки, які закри-вають металевими сітками, а кроликів і свинок – у клітках. Банки і клітки повинні мати етикетки з позначенням дати зараження або номер експерименту, під яким він записаний в лабораторному журналі. Тварини повинні регулярно отримувати корм із достатнім вмістом вітамінів, воду або молоко. При спостереженні за ними відмічають в’ялість, відсутність апетиту, понос, які є ранніми симптомами захво-рювання. При огляді тварин змушують рухатись, щоб непропустити паралічі. Що-денне спостереження дає змогу своєчасно відібрати захворілих тварин для розти-ну і подальших досліджень. Дата добавления: 2015-09-03 | Просмотры: 887 | Нарушение авторских прав |
